• 快速：從樣品到 DNA 擴(kuò)增只需 30 秒。

• 單一清洗步驟：快速去除 PCR 污染物 

• 有效：使用干凈的基因組 DNA 獲得良好的產(chǎn)量

• 免設(shè)備：無(wú)需柱、移液器或離心機(jī) 

• 簡(jiǎn)單的工作流程：gDNA 提取的三步法

核酸純化用于 PCR、實(shí)時(shí)定量 PCR (qPCR) 和等溫 DNA 擴(kuò)增方法環(huán)介導(dǎo) DNA 擴(kuò)增 (LAMP) 和重組酶聚合酶擴(kuò)增 (RPA)。

推薦使用方式

將 100 μL 提取緩沖液移至 1.5 mL 管中。將 1-2 mm ³樣品添加到管中。

用小塑料杵研磨樣品，并用額外的 400 μL 提取緩沖液稀釋樣品。將量油尺在提取物中上下浸 3 次，然后在 1 mL 洗滌緩沖液中浸 5 次。丟棄洗滌緩沖液。按照以下步驟保留試紙以釋放 DNA。

將試紙浸入 20–50 µl PCR 反應(yīng)混合物中 3–15 次（總共約 10 秒）以釋放 DNA。 

或者，為了儲(chǔ)存 DNA 樣本，請(qǐng)將量油尺浸入一管 TE 緩沖液中。如果需要，也可以使用分子級(jí)水來(lái)儲(chǔ)存。

局限性

與使用酶或有毒化學(xué)品的DNA 提取和固相核酸提取純化方法不同，試紙純化方法提取的 DNA 產(chǎn)量較低，并且不會(huì)顯著濃縮。這意味著該方法適合基于 PCR 的應(yīng)用，而不適合限制性酶消化或 PCR 擴(kuò)增子清理等方法。

由于試紙的捕獲體積較小，該方法不適合純化大量核酸，這意味著它不適合需要大量DNA的基因組測(cè)序等方法。對(duì)于同一樣品的多次 PCR，每次 PCR 都需要單獨(dú)的試紙。

故障排除

使用過(guò)多材料引起的 PCR 抑制是使用該技術(shù)失敗的最常見原因，其次是使用不足的材料（或含有降解 DNA 的材料）。

如果 PCR 失敗，測(cè)試每單位質(zhì)量樣品材料的一系列不同比例的提取緩沖液是有用的，以確保樣品在每種情況下都可以研磨充分。這可以通過(guò)隨后在提取緩沖液中稀釋粗提取物來(lái)從最初失敗的提取物中完成。

修改

對(duì)于極小的樣品（肉眼可見的斑點(diǎn)，甚至在不放大的情況下看不見的樣品），只需 50 µL 的提取緩沖液即可用于改善浸漬并避免粗提物的過(guò)度稀釋。

對(duì)于較大的樣品，或者預(yù)期 DNA 降解或 PCR 抑制劑水平較高的樣品，也可以使用增加提取緩沖液的量來(lái)提高成功率。

額外的試紙可用于提取、洗滌更多 DNA，并將更多 DNA 從粗提物轉(zhuǎn)移到 PCR 混合物中。然而，由于洗滌緩沖液殘留，每個(gè)額外的試紙可能會(huì)稍微稀釋 PCR 混合物，并且可能需要相應(yīng)地調(diào)整 PCR 混合物。

成分

提取緩沖液（20 mM Tris-HCl、25 mM NaCl、2.5 mM EDTA、0.05% SDS、2% PVP-40、pH 8）

洗滌緩沖液（10 mM Tris-HCl，pH 8）

DNA 試紙條（濾紙、蠟）

儲(chǔ)存與穩(wěn)定性

在室溫 (18–25 °C) 下保存最多 1 年。如需長(zhǎng)期儲(chǔ)存，請(qǐng)?jiān)?4 ℃ 下儲(chǔ)存或在 –20 ℃ 下冷凍。

如果提取緩沖液被冷凍，則應(yīng)將其在盛有熱水（例如剛煮沸的水）的容器中加熱，以重新溶解任何沉淀的洗滌劑。

運(yùn)輸條件

在室溫下運(yùn)輸。